1.

Tożsamość środka powierzchniowo czynnego (zgodnie z przepisami przewidzianymi w załączniku VII.A dyrektywy 67/548/EWG).

1.1.

Nazwa

1.1.1.

Nazwy zgodnie z nomenklaturą IUPAC

1.1.2.

Inne nazwy

1.1.3.

Numer i nazwa CAS (jeśli dostępne)

1.1.4.

Numery EINECS (¹) lub ELINCS (²) (jeśli dostępne)

1.2.

Wzór cząsteczkowy i strukturalny

1.3.

Skład środka powierzchniowo czynnego

2.

Informacje na temat środka powierzchniowo czynnego

2.1.

Ilości środka powierzchniowo czynnego stosowane w detergentach

2.2.

Informacja na temat modeli podanych w niniejszej sekcji powinna być wystarczająca do umożliwienia przybliżonej, ale realistycznej oceny funkcji i ekspozycji środowiska naturalnego na środek powierzchniowo czynny związane z jego użyciem w detergentach. Powinna zawierać następujące:

– ważność zastosowania (wartość społeczna),

– warunki użycia (scenariusz uwalniania),

– używana objętość,

– dostępność i przydatność środków alternatywnych (działanie i rozważania ekonomiczne),

– ocena odnośnych informacji o środowisku naturalnym.

3.

Informacja o potencjalnie opornych metabolitach

Należy dostarczyć informację o toksyczności badanych cieczy. Jeżeli są niedostępne dane na temat tożsamości pozostałości, może być żądana informacja zgodnie z ppkt4.2.1, zależnie od potencjalnego ryzyka, ważności i ilości środka powierzchniowo czynnego użytego w detergencie. W przypadkach spornych dotyczących tej informacji, decyzja może być podjęta zgodnie z procedurą przewidzianą w art. 12 ust. 2.

4.

Badania dodatkowe

4.1.

Badania podatności na biodegradację

4.1.1.

Wstępna adaptacja inokulum

Wszystkie badania opisane w załączniku III, mogą być wykonane z wykorzystaniem wstępnie zaadaptowanego inokulum w celu wykazania stosowności prowadzenia procesu jego preadaptacji do środka powierzchniowo czynnego.

4.1.2.

Badania naturalnej podatności na biodegradację

Należy włączyć, co najmniej jedno badanie z poniżej przedstawionych:

– metoda C.12 (Biodegradacja. Zmodyfikowany test SCAS) według załącznika V do dyrektywy 67/548/EWG,

– metoda C.9 (Biodegradacja. Test ZAHN – WELLENSA) według załącznika V do dyrektywy 67/548/EWG.

Negatywny wynik badania naturalnej podatności na biodegradację wskazuje na potencjalną trwałość badanej substancji, którą należy rozpatrywać na ogólnych warunkach jako wystarczający argument upoważniający do zakazu wprowadzenia substancji powierzchniowo czynnej do obrotu z wyłączeniem przypadków, w których zgodnie z kryteriami określonymi w art. 6 brak jest wskazań na zasadność nie udzielenia odstępstwa.

4.1.3.

Badania podatności na biodegradację w symulowanym teście z osadem czynnym

Należy włączyć następujące badania przedstawione poniżej:

– badania obejmują metodę według dyrektywy 67/548/EWG, załącznik V.C.10 (łącznie z modyfikacjami warunków wykonania zgodnie z propozycjami zawartymi w normie EN ISO 11733).

Negatywny rezultat badania podatności na biodegradację w symulowanym teście z osadem czynnym wskazuje na potencjalną możliwość uwalniania w trakcie oczyszczania ścieków metabolitów, co w świetle ustalonych kryteriów ogólnych może stanowić uzasadnienie konieczności wykonania pełniejszej oceny.

4.2.

Badania oceny toksyczności kąpieli biodegradacyjnych

Dane na temat toksyczności powinny zawierać:

4.2.1.

Dane fizyczne i chemiczne, takie jak:

– rodzaj metabolitu (oraz metody analityczne, za pomocą których uzyskano te dane),

– podstawowe właściwości fizykochemiczne (rozpuszczalność w wodzie, współczynnik podziału oktanol: woda (Log Po/w itp.).

4.2.2.

Oddziaływanie na organizmy żywe. Badania należy prowadzić zgodnie z zasadami dobrej praktyki laboratoryjnej.

Ryby: zaleca się test wg załącznika V.C.1 do dyrektywy 67/548/EWG

Rozwielitki (Daphnia): zaleca się test wg załącznika V.C.2 do dyrektywy 67/548/EWG

Glony: zaleca się test wg załącznika V.C.3 do dyrektywy 67/548/EWG

Bakterie: zaleca się test wg załącznika V.C.11 do dyrektywy 67/548/EWG

4.2.3.

Degradacja

Biotyczna: zaleca się test wg załącznika V.C.5 do dyrektywy 67/548/EWG

Abiotyczna: zaleca się test wg załącznika V.C.7 do dyrektywy 67/548/EWG. Informacja którą należy dostarczyć musi brać również pod uwagę zdolność metabolitów do bioakumulacji oraz do ich przechodzenia do osadów.

Ponadto, jeżeli niektóre metabolity podejrzewane są o wywoływanie efektu przerwania wydzielania wewnątrzustrojowego zaleca się ustalanie czy wykazują one zdolność wywołania takich niepożądanych efektów, jak tylko opracowane zostaną zwalidowane schematy oznaczania takich niepożądanych działań.

Uwaga:

Wszystkie wyżej wymienione badania można także sprawdzić w publikacji „Klasyfikacja, pakowanie i oznakowanie substancji niebezpiecznych w Unii Europejskiej” , część 2: „Metody badania”. Komisja Europejska 1997. ISBN 92–828–0076–8.

1.

Metoda referencyjna (test potwierdzający)

1.1.

Definicje

Niniejsza metoda dotyczy procesu badania biodegradacji prowadzonego w laboratoryjnym urządzeniu składającym się z reaktora z osadem czynnym oraz wtórnego osadnika zaprojektowanego do symulacji pracy komunalnej oczyszczalni ścieków. Warunki badania są analogiczne jak opisano w Dyrektywach poprzedzających niniejsze rozporządzenie. Zmodernizowany sposób prowadzenia oznaczania możliwy do zastosowania opisano w normie ISO 11733.

1.2.

Aparatura niezbędna do pomiarów

Przy prowadzeniu procesu stosuje się mało gabarytową instalację z osadem czynnym przedstawioną schematycznie na rys. 1 i szczegółowiej na rys. 2. Urządzenie to składa się ze zbiornika A na ściek syntetyczny, pompy dozującej B, komory napowietrzania C, osadnika D, powietrznego podnośnika cieczy E do recyrkulacji osadu czynnego i odbieralnika F do zbierania odpływu po obróbce.

Zbiorniki A i F muszą być wykonane ze szkła lub odpowiedniego tworzywa sztucznego i mieć pojemność, co najmniej 24 litry. Pompa B musi zapewniać stały przepływ ścieków syntetycznych do zbiornika napowietrzającego; zbiornik ten podczas normalnej operacji zawiera trzy litry mieszanki płynów. Spiekana kostka napowietrzania G jest zawieszana w zbiorniku C w wierzchołku stożka. Ilość powietrza wdmuchiwanego przez napowietrzacz musi być mierzona przy użyciu przepływomierza H.

1.3.

Ścieki syntetyczne

Do badania wykorzystuje się ścieki syntetyczne. Rozpuścić w każdym litrze wody bieżącej:

– 160 mg peptonu,

– 110 mg ekstraktu mięsnego,

– 30 mg mocznika, CO(NH₂)₂,

– 7 mg chlorku sodu, NaCl,

– 4 mg chlorku wapnia, CaCl₂.2H₂O,

– 2 mg siarczanu magnezu, MgSO₄.7H₂O,

– 28 mg wodorofosforanu dipotasu, K₂HPO₄,

– 10 +/– 1 mg środka powierzchniowo czynnego.

Syntetyczne ścieki przygotowuje się świeżo, codziennie.

1.4.

Przygotowanie próbek

Niespreparowane środki powierzchniowo czynne są badane w postaci oryginalnej. Aktywna zawartość w próbkach środka powierzchniowo czynnego należy oznaczyć w celu przygotowania syntetycznych ścieków (ppkt 1.3).

1.5.

Obsługiwanie sprzętu

Na wstępie należy napełnić zbiornik napowietrzający C i osadnik D ściekami syntetycznymi. Wysokość zbiornika D powinna być tak dobrana, aby objętość zawarta w zbiorniku napowietrzającym C wynosiła trzy litry. Zaszczepianie przebiega poprzez wprowadzenie 3 ml wtórnych ścieków dobrej jakości, świeżo zebranych, z zakładu obróbki ścieków zajmującego się w szczególności ściekami domowymi. Ścieki należy przetrzymywać w tlenowych warunkach w okresie między zebraniem, a zastosowaniem. Następnie włączyć aerator G, pompę podnośnika powietrznego E i urządzenie dozujące B. Ścieki syntetyczne muszą przejść przez naczynie napowietrzania C z prędkością jeden litr na godzinę; daje to przeciętny czas retencji trzech godzin.

Szybkość napowietrzania powinna być taka, by zawartość zbiornika C utrzymywana była stale w zawiesinie, przy zawartości rozpuszczonego tlenu równej, co najmniej 2 mg/litr. Należy użyć właściwych metod zabezpieczających przed wytwarzaniem się piany. Nie wolno używać środków przeciwpieniących, które hamują działanie osadu czynnego lub zawierają BiAS. Pompa powietrznego podnośnika E musi być tak ustawiona, aby osad aktywny z osadnika był w sposób ciągły i niezakłócony przenoszony do zbiornika napowietrzającego C. Osad, który zebrał się wokół górnej części zbiornika napowietrzającego C, na dnie osadnika D lub w obwodzie łączącym, należy ponownie wprowadzić do obiegu przynajmniej raz dziennie przy użyciu szczotki lub innych odpowiednich sposobów. Jeżeli osadu nie udaje się oddzielić, jego gęstość można zwiększyć przez dodanie porcji 2 ml 5 % roztworu chlorku żelaza, powtarzane w razie potrzeby.

Ściek z osadnika D trzymane są w zbiorniku F przez dwadzieścia cztery godziny, po czym po dokładnym wymieszaniu pobierana jest próbka. Zbiornik F musi być dokładnie czyszczony.

1.6.

Kontrola urządzeń pomiarowych

Zawartość środka powierzchniowo czynnego (w mg/l) w ściekach syntetycznych jest określana bezpośrednio przed użyciem.

Zawartość środka powierzchniowo czynnego (w mg/l) w ścieku zebranym po dwudziestu czterech godzinach w zbiorniku F powinna być oznaczona analitycznie przy użyciu tej samej metody, bezpośrednio po zebraniu: w innym razie próbki należy zabezpieczyć, najlepiej przez zamrożenie. Stężenia muszą być określone z dokładnością do 0,1 mg/l środka powierzchniowo czynnego.

W celu sprawdzenia wydajności procesu, co najmniej dwa razy w tygodniu, mierzy się chemiczne zapotrzebowanie tlenu (ChZT) lub też rozpuszczony węgiel organiczny (RWO), zawarty w szklanych włóknach przefiltrowanych ścieków, zgromadzonych w zbiorniku F i w przefiltrowanych ściekach syntetycznych w zbiorniku A.

Zmniejszanie ChZT lub RWO powinno wyrównać się w sytuacji, kiedy uzyska się w miarę regularną dzienną degradację pod koniec okresu rozruchu przedstawionego na rys. 3.

Zawartość suchej masy substancji zawieszonych ciał stałych w aktywnym osadzie, w zbiorniku napowietrzania, powinna być określana dwa razy w tygodniu w g/l. Jeżeli jest ona większa niż 2,5 g/l, powinno się odrzucić nadmiar aktywnego osadu.

Badanie degradacji jest wykonywane w pokojowej temperaturze; powinna być ona stała i utrzymywana w przedziale między 19–24 °C.

1.7.

Obliczenie podatności na biodegradację

Procentową degradację środka powierzchniowo czynnego należy obliczać codziennie na podstawie zawartości środka powierzchniowo czynnego w mg/l syntetycznego ścieku i w odpowiadającym mu ścieku zebranym w zbiorniku F.

Otrzymane w ten sposób wartości podatności na degradację powinny być przedstawione graficznie w sposób jak na rys. 3.

Podatność na degradację środka powierzchniowo czynnego należy obliczyć jako średnią arytmetyczną wyników otrzymanych w ciągu dwudziestu jeden dni od zakończenia okresu rozruchu i aklimatyzacji, w czasie, których degradacja była regularna a urządzenie działało bezawaryjnie. W żadnym przypadku okres rozruchu nie powinien przekroczyć sześciu tygodni.

Wartości dziennej degradacji są obliczane z dokładnością do 0,1 %, lecz ostateczny rezultat podany jest w przybliżeniu do najbliższej liczby całkowitej.

W niektórych przypadkach pozwala się na zredukowanie częstotliwości pobierania próbek, lecz należy zebrać, co najmniej czternastu wyników, w ciągu dwudziestu jeden dni, które następują po okresie rozruchu, które powinno się wykorzystać przy obliczaniu średniej.

2.

Oznaczanie anionowych środków powierzchniowo czynnych w badaniach podatności na biodegradację

2.1.

Zasada

Metoda opiera się na tym, iż kationy barwnika błękitu metylenowego tworzą niebieskie sole z anionowymi substancjami powierzchniowo czynnymi (MBAS), które ekstrahuje się chloroformem. W celu eliminacji zakłóceń, ekstrakt w pierwszej fazie poddawany jest działaniu roztworem alkalicznym, a następnie ekstrakt jest wytrząsany z kwasowym roztworem błękitu metylenowego. Absorpcja oddzielonej fazy organicznej mierzona jest fotometrycznie przy długości fali maksymalnej absorpcji 650 nm.

2.2.

Odczynniki i sprzęt

2.2.1.

Roztwór buforowy pH 10

Rozpuścić 24 g wodorowęglanu sodu (NaHCO₃) (cz.d.a.) i 27 g bezwodnego węglanu sodu (Na₂CO₃) (cz.d.a.) w zdejonizowanej wodzie i rozcieńczyć do 1 000 ml.

2.2.2.

Roztwór obojętny błękitu metylenowego

Rozpuścić 0,35 g błękitu metylenowego (cz.d.a.) w zdejonizowanej wodzie i rozcieńczyć do 1 000 ml. Należy przygotować roztwór, co najmniej dwadzieścia cztery godziny przed użyciem. Absorpcja fazy czystego chloroformu mierzona w stosunku do chloroformu, nie może przekroczyć 0,015 na 1 cm grubości warstwy przy 650 nm.

2.2.3.

Kwasowy roztwór błękitu metylenowego

Rozpuścić 0,35 g błękitu metylenowego (cz.d.a.) w 500 ml zdejonizowanej wody i zmieszać z 6,5 ml H₂SO₄ (d = 1,84 g/ml). Rozcieńczyć do 1 000 ml zdejonizowaną wodą. Roztwór należy przygotować, co najmniej dwadzieścia cztery godziny przed użyciem. Absorpcja fazy czystego chloroformu mierzona w stosunku do chloroformu, nie może przekroczyć 0,015 na 1 cm grubości warstwy przy 650 nm.

2.2.4.

Chloroform (trichlorometan) (cz.d.a.) świeżo destylowany

2.2.5.

Ester metylowy kwasu dodecylobenzenosulfonowego

2.2.6.

Etanolowy roztwór wodorotlenku potasu, KOH 0,1 M

2.2.7.

Czysty alkohol etylowy, C₂H₅OH

2.2.8.

Kwas siarkowy, H₂SO₄ 0,5 M

2.2.9.

Roztwór fenoloftaleiny

Rozpuścić 1 g fenoloftaleiny w 50 ml etanolu i dodać 50 ml zdejonizowanej wody, stale mieszając. Odfiltrować jakikolwiek wytrącony osad.

2.2.10.

Metanolowy roztwór kwasu chlorowodorowego250 ml kwasu chlorowodorowego (cz.d.a.) i 750 ml metanolu

2.2.11.

Rozdzielacz, 250 ml

2.2.12.

Kolba pomiarowa, 50 ml

2.2.13.

Kolba pomiarowa, 500 ml

2.2.14.

Kolba pomiarowa, 1 000 ml

2.2.15.

Kolba okrągłodenna, ze szklaną zatyczką i chłodnicą zwrotną, 250 ml; granulki ułatwiające wrzenie

2.2.16.

Pehametr

2.2.17.

Fotometr dla dokonywania pomiarów przy 650 nm, z naczynkami 1–5 cm

2.2.18.

Jakościowa bibuła filtracyjna

2.3.

Procedura

Próbki do analizy nie mogą być pobierane przez warstwę piany.

Po dokładnym umyciu wodą, sprzęt użyty do analizy musi być dokładnie przepłukany metanolowym roztworem kwasu chlorowodorowego (ppkt 2.2.10), a następnie zdejonizowaną wodą przed użyciem.

Przefiltrować strumienie dopływowy i odpływowy z instalacji z osadem czynnym, które przeznaczone są do analizy bezpośrednio po próbkowaniu. Należy odrzucić pierwsze 100 ml pozostałości.

Umieścić odmierzoną objętość próbki, jeżeli konieczne zneutralizowanej, w 250 ml rozdzielaczu (ppkt 2.2.11.) Objętość próbki powinna zawierać 20–150 μ g MBAS. Przy małej zawartości MBAS, można użyć do 100 ml próbki. Przy użyciu mniej niż 100 ml, rozcieńczyć do 100 ml za pomocą zdejonizowanej wody. Dodać do próbki 10 ml mieszaniny buforowej (ppkt 2.2.1), 5 ml obojętnego roztworu błękitu metylenowego (ppkt 2.2.2) i 15 ml chloroformu (ppkt 2.2.4.). Potrząsać mieszaniną równomiernie i ostrożnie przez minutę. Po oddzieleniu faz, przenieść oddzieloną chloroformową warstwę do drugiego rozdzielacza, zawierającego 110 ml zdejonizowanej wody i 5 ml kwasowego roztworu błękitu metylenowego (ppkt 2.2.3). Wstrząsać mieszaninę przez minutę. Przenieść chloroformową warstwę przez bawełniany filtr wcześniej odpowiednio umyty i nawilżony za pomocą chloroformu do szklanej kolby miarowej (ppkt 2.2.12).

Ekstrahować roztwory alkaliczne i kwasowe trzykrotnie, używając 10 ml chloroformu w drugiej i trzeciej ekstrakcji. Należy przefiltrować połączone ekstrakty chloroformu przez ten sam bawełniany filtr i rozcieńczyć, do oznaczenia na 50 ml kolbie (ppkt 2.2.12), z chloroformem użytym do ponownego umycia bawełny. Należy zmierzyć absorpcję roztworu chloroformu za pomocą fotometru przy 650 nm, w naczyńkach 1– 5 c w stosunku do chloroformu. Przeprowadzić ślepą próbę poprzez całą procedurę.

2.4.

Krzywa kalibracji

Przygotować roztwór wzorcowy ze standardowej substancji estru metylowego kwasu dodecylobenzenosulfonowego (typu tetrapropylenowego o masie cząsteczkowej 340) po zmydleniu do soli potasowej. MBAS jest obliczane jako dodecylobenzenosulfonian sodu (o masie cząsteczkowej 348).

Z pipety wagowej, odważyć 400–450 mg estru metylowego kwasu dodecylobenzenosulfonowego (ppkt 2.2.5) z dokładnością do 0,1 mg w kolbie okrągłodennej, dodać 50 ml roztworu etanolowego wodorotlenku potasu (ppkt 2.2.6) i trochę granulek ułatwiających wrzenie. Po zamontowaniu chłodnicy zwrotnej, należy go gotować przez godzinę. Po ochłodzeniu, należy umyć chłodnicę i połączenie o szklanej podstawie za pomocą 30 ml etanolu, następnie dodać te popłuczyny do zawartości kolby. Miareczkować roztwór za pomocą kwasu siarkowego wobec fenoloftaleiny, aż stanie się bezbarwny. Przenieść ten roztwór do kolby miarowej o objętości 1 000 ml (ppkt 2.2.14), rozcieńczyć do kreski wodą zdejonizowaną i wymieszać.

Część roztworu podstawowego środków powierzchniowo czynnych jest następnie rozcieńczana. Odlać 25 ml, przenieść do 500 ml szklanej kolby miarowej (ppkt 2.2.13) i rozcieńczyć do kreski, za pomocą zdejonizowanej wody i wymieszać.

Niniejszy roztwór mianowany zawiera:

gdzie E jest wagą próbki w mg.

W celu ustalenia krzywej kalibracyjnej, odlać porcje 1, 2, 4, 6, 8 ml roztworu mianowanego i rozcieńczyć każdy do 100 ml za pomocą wody dejonizowanej. Następnie postępować według ppkt 2.3 włączając ślepą próbę.

2.5.

Obliczanie wyników

Sumę anionowych środków powierzchniowo czynnych (MBAS) w próbce odczytuje się z krzywej kalibracji (ppkt 2.4). Zawartość MBAS próbki jest dana przez:

gdzie: V = ml objętość użytej próbki.

Wyrazić wyniki jako dodecylobenzenosulfonian sodu (masa cząsteczkowa 348).

2.6.

Przedstawienie wyników

Przedstawić wyniki jako MBAS w mg/l z dokładnością do 0,1.

3.

Oznaczanie niejonowych środków powierzchniowo czynnych w cieczach badanych na biodegradację

3.1.

Zasada

Środki powierzchniowo czynne są zatężane i wydzielane przez oddzielanie gazowe. W użytej próbce ilość niejonowych środków powierzchniowo czynnych powinna być w zakresie 250–800 g.

Oddzielony środek powierzchniowo czynny rozpuszcza się w octanie etylu.

Po rozdzieleniu faz i odparowaniu rozpuszczalnika, niejonowy środek powierzchniowo czynny jest wytrącany w roztworze wodnym za pomocą zmodyfikowanego odczynnika Dragendorffa (KBiI₄ + BaCl₂ + lodowaty kwas octowy).

Osad poddaje się filtracji, przemyciu lodowatym kwasem octowym i rozpuszczeniu w roztworze winianu amonu. Bizmut w roztworze jest miareczkowany potencjometrycznie za pomocą roztworu pirolidynotiokarbaminianu przy pH 4–5, używając błyszczącej platynowej elektrody wskaźnikowej i kalomelowej lub elektrody srebro/chlorek srebra jako elektrody odniesienia. Metoda ma zastosowanie do niejonowych środków powierzchniowo czynnych zawierających 6–30 grup tlenku alkilenu.

Wynik miareczkowania jest mnożony przez empiryczny współczynnik 54 w celu przeliczenia na substancję odniesienia, nonylofenol skondensowany z 10 molami tlenku etylenu (NP 10).

3.2.

Sprzęt i odczynniki

Odczynniki należy przygotować w wodzie dejonizowanej.

3.2.1.

Czysty octan etylu, świeżo destylowany.

3.2.2.

Wodorowęglan sodu, NaHCO₃ (cz.d.a.).

3.2.3.

Rozcieńczony kwas solny [20 ml stężonego kwasu (HCl) rozcieńczyć wodą do 1 000 ml]

3.2.4.

Metanol (cz.d.a.), świeżo destylowany, przechowywany w szklanej butli.

3.2.5.

Czerwień bromokrezolowa, 0,1 g w 100 ml metanolu.

3.2.6.

Środek strącający osad: środek strącający jest mieszaniną dwóch objętości roztworu A i jednej objętości roztworu B. Mieszanina jest przechowywana w brązowej butli i może być użyta do tygodnia po zmieszaniu.

3.2.6.1.

Roztwór A

Rozpuścić 1,7 g azotanu bizmutu (cz.d.a.), BiONO₃.H₂O w 20 ml lodowatego kwasu octowego i dopełnić do 100 ml wodą. Następnie rozpuścić 65 g jodku potasu (cz.d.a.) w 200 ml wody. Zmieszać te dwa roztwory w 1 000 ml kolbie miarowej, dodać 200 ml lodowatego kwasu octowego (ppkt 3.2.7) i dopełnić wodą do 1 000 ml.

3.2.6.2.

Roztwór B

Rozpuścić 290 g chlorku baru, BaCl₂.2H₂O (cz.d.a.) w 1 000 ml wody.

3.2.7.

Lodowaty kwas octowy 99–100 % (niższe stężenia są nieodpowiednie).

3.2.8.

Roztwór winianu amonu: zmieszać 12,4 g kwasu winowego czystości analitycznej z 12,4 ml roztworu amoniaku (cz.d.a.) (d = 0,910 g/ml) i dopełnić wodą do 1 000 ml (lub użyć równoważną ilość winianu amonu (cz.d.a.)).

3.2.9.

Rozcieńczony roztwór amoniaku: 40 ml roztworu amoniaku (cz.d.a.) (d = 0,910 g/ml) rozcieńczyć wodą do 1 000 ml.

3.2.10.

Standartowy bufor octanowy: rozpuścić 40 g stałego wodorotlenku sodu (cz.d.a.) w 500 ml wody w zlewce i odstawić do ostygnięcia. Dodać 120 ml lodowatego kwasu octowego (ppkt 3.2.7). Dokładnie wymieszać, ostudzić i przenieść do 1 000 ml kolby miarowej. Dopełnić wodą do kreski.

3.2.11.

Roztwór pirolidynoditiokarbaminianu (znany jako „roztwór karbaminianowy”): rozpuścić 103 mg pirolidynoditiokarbaminianu sodu, C₅H₈NNaS₂.2H₂O, w około 500 ml wody, dodać 10 ml alkoholu n-amylowego (cz.d.a.) i 0,5 g NaHCO₃ (cz.d.a.), dopełnić wodą do 1 000 ml.

3.2.12.

Roztwór siarczanu miedzi (do mianowania ppkt 3.2.11).

ROZTWÓR PODSTAWOWY

Zmieszać 1,249 g siarczanu miedzi, CuSO₄.5H₂O (cz.d.a.) z 50 ml 0,5 M kwasu siarkowego i uzupełnić wodą do 1 000 ml.

ROZTWÓR MIANOWANY

Zmieszać 50 ml roztworu podstawowego z 10 ml 0,5 M H₂SO₄ i dopełnić wodą do 1 000 ml.

3.2.13.

Chlorek sodu (cz.d.a.).

3.2.14.

Aparat do wypieniania (patrz rys.5).

Średnica spieku powinna być taka sam jak średnica wewnętrzna cylindra.

3.2.15.

Rozdzielacz 250 ml.

3.2.16.

Mieszadło magnetyczne z magnesem 25–30mm.

3.2.17.

Tygiel Goocha, średnica perforowanej podstawy = 25 mm, typ G4.

3.2.18.

Okrągłe sączki z włókna szklanego, średnica 27 mm średnica włókna 0,3–1,5 um.

3.2.19.

Dwie kolby filtracyjne ze złączkami i pierścieniami gumowymi odpowiednio 500 i 250 ml.

3.2.20.

Potencjometr rejestrujący z platynową (błyszczącą) elektrodą wskaźnikową i kalomelową lub chlorosrebrową elektrodą odniesienia, o zakresie 250mV z automatyczną biuretą o pojemności 20–25 ml, lub alternatywne wyposażenie ręczne.

3.3.

Metoda

3.3.1.

Zatężanie i wydzielanie środka powierzchniowo czynnego

Przefiltrować wodną próbkę przez jakościową bibułę filtracyjną. Odrzucić pierwsze 100 ml przesączu.

W aparacie oddzielającym, uprzednio przepłukanym octanem etylu, umieścić odmierzoną ilość próbki, tak by zawierała pomiędzy 250–800 g niejonowego środka powierzchniowo czynnego.

Dla poprawy oddzielenia dodać 100 g chlorku sodu i 5 g wodorowęglanu sodu.

Jeżeli objętość próbki przekracza 500 ml, dodać te sole do aparatu oddzielającego w postaci stałej, i rozpuścić za pomocą przepuszczanego powietrza lub azotu.

Jeżeli stosuje się próbki mniejsze, rozpuścić sole w 400 ml wody i następnie dodać do aparatu oddzielającego.

Dodać wody do uzyskania poziomu górnego kurka odcinającego.

Ostrożnie dodać 100 ml octanu etylu na górną powierzchnię wody.

Napełnić płuczkę instalowaną w linii przepływu gazu (azot lub powietrze) w dwóch trzecich objętości octanem etylu.

Przepuścić przez aparat strumień gazu z prędkością 30–60 l/godz.; wskazane jest użycie miernika przepływu. Na początku szybkość napowietrzania musi wzrastać stopniowo. Szybkość gazu musi być tak ustawiona, by fazy zostały zauważalnie oddzielone w celu zminimalizowania mieszania się faz i roztworu octanu etylu w wodzie. Po upływie pięciu minut przerwać przepływ gazu.

Jeżeli następuje większe niż 20 % zmniejszenie objętości fazy organicznej w wyniku rozpuszczania w wodzie, należy powtórzyć oddzielenie, zwracając szczególną uwagę na szybkość przepływu gazu.

Przenieść fazę organiczną do rozdzielacza. Zawrócić całą wodę z rozdzielacza z fazy wodnej – powinno to być kilka mililitrów – do aparatu oddzielającego. Przefiltrować fazę octanu etylu przez suchą jakościową bibułę filtracyjną do zlewki 250 ml.

Umieścić dalsze 100 ml octanu etylu w aparacie oddzielającym i ponownie przepuścić przez niego azot lub powietrze przez pięć minut. Ściągnąć fazę organiczną do rozdzielacza używanego przy pierwszym oddzielaniu, odrzucić fazę wodną i przepuścić fazę organiczną przez ten sam filtr jak przy pierwszej porcji octanu etylu. Przemyć zarówno rozdzielacz jak i filtr około 20 ml octanu etylu.

Odparować ekstrakt octanu etylu do sucha stosując łaźnię wodną (dygestorium). Skierować delikatny strumień powietrza nad powierzchnię roztworu dla przyśpieszenia odparowania.

3.3.2.

Strącanie osadu i filtracja

Rozpuścić suchą pozostałość z ppkt 3.3.1 w 5 ml metanolu, dodać 40 ml wody i 0,5 ml rozcieńczonego HCl (ppkt 3.2.3) i mieszać mieszaninę na mieszadle magnetycznym.

Do niniejszego roztworu dodać 30 ml środka strącającego (ppkt 3.2.6) z cylindra miarowego. Osad tworzy się po powtórzeniu mieszania. Po czasie mieszania przez dziesięć minut odstawić mieszaninę, na co najmniej pięć minut.

Przefiltrować mieszaninę przez tygiel Goocha, którego podstawa jest pokryta papierem filtracyjnym z włókna szklanego. Wpierw przemyć filtr stosując podciśnienie ilością około 2 ml lodowatego kwasu octowego. Następnie dokładnie przemyć zlewkę, magnes i tygiel za pomocą lodowatego kwasu octowego, którego konieczna ilość wynosi około 40–50 ml. Nie jest konieczne ilościowe przeniesienie osadu przywierającego do ścianek zlewki, do filtra, ponieważ roztwór osadu do miareczkowania jest zawracany do zlewki, w której zachodzi wytrącanie, zatem pozostałości osadu są rozpuszczane.

3.3.3.

Rozpuszczanie osadu

Rozpuścić osad w tyglu filtracyjnym poprzez dodanie gorącego roztworu winianu amonu (około 80 °C) (ppkt 3.2.8) trzema porcjami po 10 ml każda. Pozwolić każdej porcji na pozostanie w tyglu przez kilka minut przed odsączeniem za pomocą podciśnienia przez filtr do kolby.

Umieścić zawartość kolby filtracyjnej w zlewce używanej do wytrącania osadu. Przemyć ścianki zlewki za pomocą dalszych 20 ml roztworu winianu w celu rozpuszczenia reszty osadu.

Starannie umyć tygiel, złączkę i kolbę filtracyjną przy pomocy 150–200 ml wody i zawrócić popłuczyny do zlewki używanej do strącania osadu.

3.3.4.

Miareczkowanie

Mieszać roztwór przy pomocy mieszadła magnetycznego (ppkt 3.2.16), dodać kilka kropli czerwieni bromokrezolowej (ppkt 3.2.5) i dodawać rozcieńczony roztwór amoniaku (ppkt 3.2.9) do momentu zmiany barwy na fioletową (początkowo roztwór jest słabo kwasowy z powodu pozostałości kwasu octowego użytego do przemywania).

Następnie dodać 10 ml standartowego buforu octanowego (ppkt 3.2.10), zanurzyć elektrody w roztworze, i miareczkować potencjometrycznie mianowanym „ roztworem karbaminianowym” (ppkt 3.2.11), z końcówką biurety zanurzoną w roztworze.

Szybkość miareczkowania nie powinna przekraczać 2 ml/min.

Punktem końcowym miareczkowania jest punkt przecięcia stycznych do dwóch gałęzi krzywej potencjału.

Sporadycznie obserwuje się, że przegięcie krzywej potencjału spłaszcza się; można to wyeliminować przez staranne oczyszczenie elektrody platynowej (przez polerowanie papierem ściernym).

3.3.5.

Ślepa próba

W tym samym czasie przeprowadzić ślepe oznaczenie poprzez całą procedurę stosując 5 ml metanolu i 40 ml wody zgodnie z instrukcjami przedstawionymi w ppkt 3.3.2. Ślepe miareczkowanie powinno być poniżej 1ml, w przeciwnym razie podejrzana jest czystość odczynników (ppkt 3.2.3, 3.2.7, 3.2.8, 3.2.9, 3.2.10) szczególnie zawartość w nich metali ciężkich, i należy je wymienić. Wyniki ślepego miareczkowania muszą być wzięte pod uwagę przy obliczaniu wyników.

3.3.6.

Kontrola współczynnika „roztworu karbaminianu”

Miano karbaminianu powinno być sprawdzone w dniu użycia. W tym celu należy zmiareczkować 10 ml roztworu siarczanu miedzi (ppkt 3.2.12) za pomocą „roztworu karbaminianu” po dodaniu 100 ml wody i 10 ml standardowego buforu octanowego (ppkt 3.2.10). Jeżeli ilość użyta podana jest w mililitrach, to współczynnik f wynosi:

a wszystkie wyniki miareczkowania należy pomnożyć przez niniejszy współczynnik.

3.4.

Obliczanie wyników

Wszystkie niejonowe środki powierzchniowo czynne posiadają swój własny współczynnik, który zależy od ich składu, szczególnie od długości łańcucha tlenku alkenu. Stężenie niejonowego środka powierzchniowo czynnego jest wyrażone w stosunku do substancji wzorcowej – nonylofenolu z dziesięcioma cząsteczkami tlenku etylenu (NP 10) – dla którego współczynnik przeliczeniowy wynosi 0,054.

Stosując niniejszy współczynnik, ilość środka powierzchniowo czynnego obecnego w próbce znajduje się wyrażając ją jako mg równoważne NP 10, w następujący sposób:

(b – c) x f x 0,054 = mg niejonowego środka powierzchniowo czynnego jako NP 10

gdzie:

b = objętość „roztworu karbaminianu” użytego w próbce (ml),

c = objętość „roztworu karbaminianu” użytego w ślepym oznaczeniu (ml),

f = współczynnik „roztworu karbaminianu”.

3.5.

Wyrażenie wyników

Wyrazić wyniki w mg/l jako NP 10 z dokładnością do 0,1.

4.

Obróbka wstępna anionowych środków powierzchniowo czynnych przeznaczonych do badania

4.1.

Uwagi wstępne

4.1.1.

Przygotowanie próbek

Obróbka anionowych środków powierzchniowo czynnych i gotowych detergentów, wcześniejsza od oznaczenia pierwotnej podatności na biodegradację, w badaniu zatwierdzającym to:

Celem ekstrakcji alkoholowej jest wyeliminowanie nierozpuszczalnych i nieorganicznych składników produktu handlowego, które w pewnych okolicznościach mogą dawać fałszywe wyniki badania podatności na biodegradację.

4.1.2.

Procedura wymiany jonowej

Wyizolowanie i oddzielenie aktywnych anionowych środków powierzchniowo czynnych od mydeł, niejonowych i kationowych środków powierzchniowo czynnych jest wymagane dla poprawnego przeprowadzenia badań podatności na biodegradację.

Jest to osiągane przez technikę wymiany jonowej, przy użyciu makroporowatej żywicy jonowymiennej i odpowiednich eluentów, w celu częściowej eluacji. Jednakże mydło anionowe i niejonowe środki powierzchniowo czynne mogą być oddzielone w jednej procedurze.

4.1.3.

Kontrola analityczna

Po homogenizacji, stężenie anionowych środków powierzchniowo czynnych w syntetycznym detergencie jest określane zgodnie z analityczną metodą z MBAS. Zawartość mydeł jest oznaczana odpowiednią metodą analityczną.

Niniejsza analiza produktów jest konieczna do obliczenia ilości, wymaganych do przygotowania, składników do badania podatności na biodegradację.

Ilościowa ekstrakcja nie jest konieczna; jednakże co najmniej 80 % anionowych środków powierzchniowo czynnych powinno być ekstrahowanych. Zwykle uzyskuje się 90 % lub więcej.

4.2.

Zasada

Z homogenicznej próbki (proszek, sucha pasta i osuszone ciecze) uzyskuje się wyciąg etanolowy, który zawiera środki powierzchniowo czynne, mydła i inne rozpuszczalne w alkoholu składniki próbki syntetycznego detergentu.

Wyciąg etanolowy jest odparowywany do sucha, rozpuszczany w mieszaninie wody i izopropanolu, a uzyskany roztwór przepuszczany przez mieszaninę silnie kwasowych wymieniaczy kationowych i makroporowatych wymieniaczy anionowych, podgrzaną do 50 °C. Taka temperatura jest konieczna do zapobiegania wytrącaniu się tłuszczowych kwasów, które mogą być obecne w kwaśnym środowisku.

Wszystkie niejonowe środki powierzchniowo czynne pozostają w eluatach.

Mydła kwasów tłuszczowych są odseparowane poprzez ekstrakcję z etanolem zawierającym CO₂. Anionowe środki powierzchniowo czynne są, zatem otrzymywane jako sole amonowe przez eluację z wodno izopropanolowym roztworem wodorowęglanu amonu. Te sole amonowe używa się w badaniu degradacji.

Kationowe środki powierzchniowo czynne mogą zafałszować wynik badania podatności na biodegradację i procedurę analityczną, są eliminowane poprzez wymieniacz kationowy umieszczony powyżej wymieniacza anionowego.

4.3.

Odczynniki i sprzęt

4.3.1.

Woda dejonizowana

4.3.2.

Etanol, 95 % (v/v), C₂H₅OH (dopuszczalny denaturat, metyloetyloketon lub metanol)

4.3.3.

Mieszanina izopropanolu i wody (50/50 v/v):

– 50 części objętościowych izopropanolu, CH₃CHOH.CH₃, i

– 50 części objętościowych wody (ppkt 4.3.1)

4.3.4.

Roztwór ditlenku węgla w etanolu (około 0,1 % CO₂) Używając odpowiedniej dosyłowej rurki z wbudowanym spiekiem, należy przepuszczać ditlenek węgla (CO₂) poprzez etanol (ppkt 4.3.2) przez dziesięć minut. Należy używać tylko świeżych roztworów.

4.3.5.

Roztwór wodorowęglanu amonu (60/40 v/v) 0,3 mola NH₄HCO₃ w 1 000 ml mieszaniny izopropanolu i wody, składającej się z 60 części objętościowych izopropanolu i 40 części objętościowych wody (ppkt 4.3.1)

4.3.6.

Wymieniacz kationowy (KAT), silnie kwasowy, odporny na alkohol (50–100 Mesh)

4.3.7.

Wymieniacz anionowy (AAT), makroporowaty, Merck Lewatit MP 7080 (70–150 Mesh) lub równoważny

4.3.8.

Kwas chlorowodorowy, 10 % HCl (wagowo)

4.3.9.

Kolby o okrągłym dnie ze szklaną zatyczką i chłodnicą zwrotną o objętości 2 000 ml

4.3.10.

Filtr ciśnieniowy, o średnicy 90 mm (podgrzewany) dla bibuły filtracyjnej

4.3.11.

Kolba filtracyjna o objętości 2 000 ml

4.3.12.

Kolumny wymieniaczy z ogrzewaną osłoną i kranem: wewnętrzna rurka, o średnicy 60 mm i wysokości 450 mm (patrz rys. 4)

4.3.13.

Łaźnia wodna

4.3.14.

Suszarka próżniowa

4.3.15.

Termostat

4.3.16.

Wyparka obrotowa.

4.4.

Przygotowanie ekstraktu i oddzielenie anionowych substancji czynnych

4.4.1.

Przygotowanie ekstraktu

Ilości środków powierzchniowo czynnych, koniecznych do przeprowadzenia badań biodegradacji, wynoszą ok. 50 g MBAS.

Zazwyczaj, ilość produktu przeznaczonego do procesu ekstrakcji nie przekracza 1 000 g, ale może być konieczna do procesu ekstrakcji wykorzystanie większej ilości próbki. Z przyczyn praktycznych, ilość użytego produktu do przygotowania ekstraktów do badania biodegradacji powinna w większości wypadków być ograniczona do 5 000 g.

Doświadczenie wykazało, że istnieją zalety w użyciu wielu małych objętościowo ekstraktów, zamiast jednego dużego. Wymieniacz określonych ilości jonów jest zaprojektowany dla objętości roboczej 600–700 mmoli środka powierzchniowo czynnego i mydeł.

4.4.2.

Oddzielenie składników rozpuszczalnych w alkoholu

Należy dodać 250 g syntetycznego detergentu przeznaczonego do analizy do 1 250 ml etanolu, podgrzać mieszaninę do temperatury wrzenia i skraplać przez godzinę mieszając. Przepuścić alkoholowy roztwór przez grubo porowaty filtr ssący, podgrzany do 50 °C i natychmiast przefiltrować. Należy umyć kolbę i filtr ssący, 200 ml objętością gorącego alkoholu. Należy zebrać przesącz i popłuczyny w kolbie filtrującej.

W przypadku past i produktów ciekłych przeznaczonych do analizy, należy się upewnić, że w próbce znajduję się nie więcej niż 55 g anionowych środków powierzchniowo czynnych i 35 g mydła. Odparować zważoną próbkę do sucha. Należy rozpuścić pozostałość w 2 000 ml etanolu i postępować wg powyższych wskazówek. W przypadku proszków o małej gęstości pozornej (< niż 300 g/l) zalecane jest zwiększenie współczynnika etanolu w stosunku 20:1. Odparować filtrat etanolowy do sucha, najlepiej za pomocą wyparki obrotowej. Powtórzyć operację, jeżeli wymagana jest duża ilość ekstraktu. Rozpuścić pozostałość w 5 000 ml mieszaniny izopropanol/woda.

Przygotowanie kolumn jonowymiennych

4.4.3.

KOLUMNA KATIONOWYMIENNA

Umieścić 600 ml żywicy kationitowej (ppkt 4.3.6) w 3 000 ml zlewce i przykryć, dodając 2 000 ml kwasu chlorowodorowego (ppkt 4.3.8). Następnie pozostawić, na co najmniej dwie godziny, od czasu do czasu mieszając.

Zdekantować kwas i przenieść żywicę do kolumny (ppkt 4.3.12) za pomocą wody dejonizowanej. Kolumna powinna zawierać zatyczkę z waty szklanej.

Przemyć kolumnę za pomocą zdejonizowanej wody z prędkością 10–30 ml/min, aż do zaniku chlorku w eluencie.

Oddzielić wodę z 2 000 ml mieszaniny izopropanolu i wody (ppkt 4.3.3) z prędkością 10–30 ml/min. Kolumna wymieniacza jest teraz gotowa do działania.

KOLUMNA ANIONOWYMIENNA

Umieścić 600 ml żywicy wymieniacza anionowego (ppkt 4.3.7) w zlewce 3 000 ml i przykryć, dodając 2 000 ml zdejonizowanej wody.

Pozostawić żywicę, na co najmniej dwie godziny do spęcznienia.

Przenieść żywicę do kolumny za pomocą zdejonizowanej wody. Kolumna powinna zawierać zatyczkę z waty szklanej.

Przemyć kolumnę za pomocą 0,3 M roztworu wodorowęglanu amonu (ppkt 4.3.5), Aż do momentu uwolnienia się chlorku. Wymaga to około 5 000 ml roztworu. Przemyć ponownie za pomocą 2 000 ml zdejonizowanej wody. Oddzielić wodę z 2 000 ml mieszaniny izopropanolu i wody (ppkt 4.3.3) z prędkością 10–30 ml/min. Kolumna wymieniacza jest teraz w postaci zasadowej i jest gotowa do działania.

Procedura wymiany jonów

4.4.4.

Należy połączyć kolumnę wymieniacza, w taki sposób, aby kolumna wymieniacza kationowego była umieszczona na górze kolumny wymieniacza anionowego.

Podgrzać kolumny wymieniaczy do 50 ° C, używając termostatu.

Podgrzać 5 000 ml roztworu uzyskanego w ppkt 4.4.2 do 60 ° C i przepuszczać roztwór przez połączenie wymieniaczy z prędkością 20 ml/min. Przemyć kolumny za pomocą 1 000 ml gorącej mieszaniny izopropanolu i wody (ppkt 4.3.3).

W celu uzyskania aktywnych anionowych środków powierzchniowo czynnych (MBAS), należy odłączyć kolumnę KAT. Używając 5 000 ml roztworu alkoholu etylowego i CO₂ przy temperaturze 50 °C (ppkt 4.3.4), wyeluować mydła kwasów tłuszczowych z kolumny KAT. Odrzucić eluent.

Następnie opróżnić MBAS z kolumny AAT za pomocą 5 000 ml roztworu wodorowęglanu amonu (ppkt 4.3.5). Odparować pozostałości do sucha w łaźni parowej lub w wyparce obrotowej.

Pozostałość zawiera MBAS (w postaci soli amonowej) i może zawierać anionowe substancje nieczynne powierzchniowo, które nie wpływają szkodliwie na badanie biodegradacji. Dodać zdejonizowaną wodę do pozostałości do uzyskania określonej objętości i oznaczyć zawartość MBAS w objętości będącej podwielokrotnością próbki. Używany roztwór jest mianowanym roztworem anionowych detergentów syntetycznych do badania biodegradacji. Roztwór powinien być przechowywany w temperaturze poniżej 5 °C.

Regeneracja żywic wymieniaczy jonowych

4.4.5.

Wymieniacz kationowy należy wyrzucić po użyciu.

Żywica wymieniacza anionowego jest regenerowana poprzez przepuszczanie w dół kolumny dodatkowej ilości roztworu wodorowęglanu amonu (ppkt 4.3.5) z prędkością przepływu około 10 ml/min, aż do zaniku anionowych środków powierzchniowo czynnych (badanie z błękitem metylenowym).

Następnie przepuścić 2 000 ml mieszaniny izopropanol/woda (ppkt 4.3.3) w dół wymieniacza anionowego w celu jego przemycia. Wymieniacz anionowy jest ponownie gotowy do użycia.

Obróbka wstępna niejonowych środków powierzchniowo czynnych przeznaczonych do badania

5.

Uwagi wstępne

5.1.

Przygotowanie próbek

5.1.1.

Obróbka aktywnych niejonowych środków powierzchniowo czynnych i gotowych detergentów, poprzedzającą oznaczanie podatności na biodegradację, w badaniu zatwierdzającym to:

Celem ekstrakcji alkoholowej jest wyeliminowanie nierozpuszczalnych i nieorganicznych składników produktu handlowego, które w pewnych okolicznościach mogą zafałszować badanie podatności na biodegradację.

Procedura wymiany jonów

5.1.2.

Wyizolowanie i oddzielenie aktywnych niejonowych środków powierzchniowo czynnych od mydeł, niejonowych i kationowych środków powierzchniowo czynnych jest wymagane dla poprawnego przeprowadzenia badań podatności na biodegradację.

Jest to osiągane przez technikę wymiany jonowej, przy użyciu przy użyciu makroporowatej żywicy jonowymiennej i odpowiednich eluentów, w celu częściowej elucji. Jednakże mydła anionowe i niejonowe środki powierzchniowo czynne mogą być oddzielone w jednej procedurze.

Kontrola analityczna

5.1.3.

Po homogenizacji oznacza się stężenia anionowych i niejonowych środków powierzchniowo czynnych w detergencie, zgodnie z procedurami analitycznymi MBAS i BiAS. Zawartość mydeł jest oznaczana odpowiednią metodą analityczną.

Analiza produktów jest konieczna do obliczenia ilości składników, wymaganych do przygotowania w celu badania podatności na biodegradację.

Ilościowa ekstrakcja nie jest konieczna; jednakże co najmniej 80 % niejonowych środków powierzchniowo czynnych powinno być ekstrahowanych. Zwykle uzyskuje się 90 % lub więcej.

Zasada

5.2.

Z homogenicznej próbki (proszek, sucha pasta i osuszone ciecze) uzyskuje się wyciąg etanolowy, który zawiera środki powierzchniowo czynne, mydła i inne rozpuszczalne w alkoholu składniki próbki detergentu.

Ekstrakt etanolowy jest odparowywany do sucha, rozpuszczany w mieszaninie wody i izopropanolu, a uzyskany roztwór przepuszcza się przez mieszaninę silnie kwasowych kationowych wymieniaczy i makroporowatych anionowych wymieniaczy, podgrzaną do 50 °C. Taka temperatura jest konieczna w celu zapobiegania wytrącaniu się kwasów tłuszczowych, które mogą być obecne, w środowisku kwaśnym. Niejonowe środki powierzchniowo czynne uzyskuje się z wycieków przez odparowanie.

Kationowe środki powierzchniowo czynne, które mogą zakłócać badanie degradacji i procedurę analityczną, są eliminowane przez wymieniacz kationowy umieszczony powyżej wymieniacza anionowego.

Odczynniki i sprzęt

5.3.

Woda dejonizowana

5.3.1.

Etanol, 95 % (v/v), C₂H₅OH (dopuszczalny jest denaturat, metyloetyloketon lub metanol)

5.3.2.

Mieszanina izopropanol/woda (50/50 v/v):

5.3.3.

50 części objętościowych izopropanolu, CH₃CHOH.CH₃, i

– 50 części objętościowych wody (ppkt 5.3.1)

– roztwór wodorowęglanu amonu (60/40 v/v):

5.3.4.

0,3 mola NH₄HCO₃ w 1 000 ml mieszaniny izopropanolu i wody, składającej się z 60 części objętościowych izopropanolu i 40 części objętościowych wody (ppkt 5.3.1)

Wymieniacz kationowy (KAT), silnie kwasowy, odporny na alkohol (50–100 Mesh)

5.3.5.

Wymieniacz anionowy (AAT), makroporowaty, Merck Lewatit MP 7080 (70–150 Mesh) lub równoważny

5.3.6.

Kwas chlorowodorowy, 10 % HCL (wagowo)

5.3.7.

Kolby o okrągłym dnie ze szklaną zatyczką i chłodnicą zwrotną o objętości 2 000 ml

5.3.8.

Filtr ciśnieniowy, o średnicy 90 mm (podgrzewany) dla bibuły filtracyjnej

5.3.9.

Kolba filtracyjna o objętości 2 000 ml

5.3.10.

Kolumny wymieniaczy z ogrzewaną osłoną i kranem: wewnętrzna rurka, o średnicy 60 i wysokości 450 mm (patrz: rys. 4)

5.3.11.

Łaźnia wodna

5.3.12.

Suszarka próżniowa

5.3.13.

Termostat

5.3.14.

Wyparka obrotowa

5.3.15.

Przygotowanie ekstraktu i oddzielenie niejonowych substancji czynnych

5.4.

Przygotowanie ekstraktu

5.4.1.

Ilość środków powierzchniowo czynnych, koniecznych do przeprowadzenia testów biodegradacji, wynosi ok. 25 g BiAS.

W przygotowaniu ekstraktów dla badań degradacji ilość produktu przeznaczona do użycia powinna być ograniczona do maksimum 2 000 g. Może być zatem konieczne przeprowadzenie operacji dwa lub więcej razy w celu uzyskania wystarczającej ilości do badań degradacji.

Doświadczenie wykazało, że istnieją zalety w użyciu wielu małych objętościowo ekstraktów, zamiast jednego dużego.

Oddzielenie składników rozpuszczalnych w alkoholu

5.4.2.

Dodać 250 g syntetycznego detergentu przeznaczonego do analizy do 1 250 ml etanolu, podgrzać mieszaninę do temperatury wrzenia i skraplać przez godzinę mieszając. Przepuścić gorący alkoholowy roztwór przez makroporowaty filtr ssący, podgrzany do 50 °C i natychmiast przefiltrować. Umyć kolbę i filtr ssący, 200 ml objętością gorącego alkoholu. Zebrać przesącz i popłuczyny w kolbie filtrującej.

W przypadku past i produktów ciekłych przeznaczonych do analizy, należy się upewnić, że w próbce znajduję się nie więcej niż 25 g anionowych środków powierzchniowo czynnych i 35 g mydła. Odparować zważoną próbkę do sucha. Rozpuścić pozostałość w 500 ml etanolu i postępować wg powyższych wskazówek.

W przypadku proszków o małej gęstości pozornej (< 300 g/litr) zalecane jest zwiększenie współczynnika etanolu w stosunku 20:1.

Odparować filtrat etanolowy do sucha, najlepiej za pomocą wyparki obrotowej. Powtórzyć operację, jeżeli wymagana jest duża ilość ekstraktu. Rozpuścić pozostałość w 5 000 ml mieszaniny izopropanol/woda.

5.4.3.

Przygotowanie kolumn jonowymiennych

KOLUMNA KATIONOWYMIENNA

Umieścić 600 ml żywicy kationitowej (ppkt 5.3.5) w 3 000 ml zlewce i przykryć, dodając 2 000 ml kwasu chlorowodorowego (ppkt 5.3.7). Pozostawić, na co najmniej dwie godziny, mieszając od czasu do czasu.

Zdekantować kwas i przenieść żywicę do kolumny (ppkt 5.3.11) za pomocą wody dejonizowanej. Kolumna powinna zawierać zatyczkę z waty szklanej. Przemyć kolumnę za pomocą zdejonizowanej wody z prędkością 10–30 ml/min, aż do zaniku chlorków.

Oddzielić wodę za pomocą 2 000 ml mieszaniny izopropanolu i wody (ppkt 5.3.3) z prędkością 10–30 ml/min. Kolumna wymieniacza jest teraz gotowa do działania.

KOLUMNA ANIONOWYMIENNA

Umieścić 600 ml żywicy wymieniacza anionowego (ppkt 5.3.6) w zlewce i przykryć, dodając 2 000 ml zdejonizowanej wody. Pozostawić żywicę, na co najmniej dwie godziny do spęcznienia. Przenieść żywicę do kolumny za pomocą zdejonizowanej wody. Kolumna powinna zawierać zatyczkę z waty szklanej.

Przemyć kolumnę za pomocą 0,3 M roztworu wodorowęglanu amonu (ppkt 5.3.4) do zaniku chlorków. Wymaga to około 5 000 ml roztworu. Przemyć ponownie za pomocą 2 000 ml wody dejonizowanej.

Oddzielić wodę z 2 000 ml mieszaniny izopropanolu i wody (ppkt 5.3.3) z prędkością 10–30 ml/min. Kolumna wymieniacza jest teraz w postaci zasadowej i jest gotowa do działania.

5.4.4.

Procedura wymiany jonów

Połączyć kolumnę wymieniacza, w taki sposób, aby kolumna wymieniacza kationowego była umieszczona na górze kolumny wymieniacza anionowego. Podgrzewamy kolumny wymieniaczy do 50 °C, używając sterownika termostatu. Podgrzewać 5 000 ml roztworu uzyskanego w ppkt 5.4.2 do 60 °C i przepuścić roztwór przez połączenie wymieniaczy z prędkością 20 ml/min. Umyć kolumny za pomocą 1 000 ml gorącej mieszaniny izopropanolu i wody (ppkt 5.3.3).

W celu uzyskania niejonowych środków powierzchniowo czynnych zebrać przesącz i popłuczyny filtracji i odparować do sucha, najlepiej za pomocą obrotowej wyparki. Pozostałość zawiera BiAS. Dodać wodę dejonizowaną do momentu uzyskania określonej objętości i oznaczyć zawartość BiAS w objętości będącej podwielokrotnością próbki. Roztwór jest mianowanym roztworem niejonowych środków powierzchniowo czynnych do badania degradacji. Roztwór należy przechowywać w temperaturze poniżej 5 °C.

5.4.5.

Regeneracja żywic wymieniaczy jonowych

Wymieniacz kationowy należy wyrzucić po użyciu.

Przepuszczenie około 5 000–6 000 ml roztworu wodorowęglanu amonu (ppkt 5.3.4) w dół kolumny z prędkością przepływu około 10 ml/min, aż do zaniku anionowych środków powierzchniowo czynnych (badanie z błękitem metylenowym) regeneruje żywicę wymieniacza anionowego. Następnie przepuścić 2 000 ml mieszaniny izopropanol/woda (ppkt 5.3.3) w dół wymieniacza anionowego dla umycia. Wymieniacz anionowy jest ponownie gotowy do działania.